肿瘤细胞成球实验
肿瘤细胞成球实验是评估肿瘤干细胞特性的重要方法，通过无血清悬浮培养观察细胞自我更新能力。
实验原理
肿瘤干细胞在无血清培养基中能形成悬浮球体，而普通肿瘤细胞难以存活
通过细胞球形成效率(SFE)量化干性：SFE=直径>75μm的细胞球数/接种细胞总数
恶性程度高的细胞系更易成球，部分上皮肿瘤细胞(如肝癌、结肠癌)较困难
关键实验步骤
1. 细胞准备：
使用对数生长期细胞，PBS清洗2次去除血清
推荐使用超低吸附培养板(6/12/24孔板)
2. 培养基配制：
基础培养基(DMEM/F12或1640)
添加B27(1×)、EGF(20ng/ml)、bFGF(10-20ng/ml)
部分方案建议添加胰岛素和抗生素
3. 接种培养：
接种密度需优化(通常500-5000个细胞/孔)
37℃、5% CO2培养7-14天
每2-3天补加新鲜培养基(不推荐全量换液)
4. 传代处理：
使用70μm细胞筛收集细胞球
弱消化酶(TrypLE Express/Accutase)处理成单细胞
重悬后继续传代培养
注意事项
原代肿瘤干细胞比细胞系更易成球
细胞球>100μm需传代，避免中心坏死
冻存时需程序降温(-20℃→-80℃→液氮)
肿瘤细胞成管实验
成管实验主要用于研究血管生成能力，常见于内皮细胞和肿瘤微环境研究。
实验原理
模拟体内血管生成过程
通过基质胶(如Matrigel)提供三维培养环境
评估管状结构形成数量、长度和分支复杂度
关键实验步骤
1. 基质胶准备：
实验前将Matrigel置于4℃过夜融化
预冷枪头吸取40μL胶体铺于24孔板
37℃固化30分钟
2. 细胞接种：
常用HUVEC细胞(约90,000个/孔)
加入含VEGF/FGF的ECM培养基
3. 培养观察：
2-4小时开始形成管状结构
6-12小时达高峰，18-24小时解体
使用倒置显微镜定时记录
数据分析
测量管长度、覆盖面积、成环数和节点
常用Image J或Wimasis软件分析
两种实验的关联应用
在肿瘤研究中，成球实验可富集肿瘤干细胞，而成管实验可评估这些细胞的促血管生成能力。联合应用可全面评估肿瘤干细胞的自我更新和微环境调控能力。
关键区别：
成球实验：无血清悬浮培养，评估干性
- 成管实验：基质胶培养，评估血管生成
